Expression et normes des protéines

Les études protéomiques quantitatives (par analyse MS ou RMN) peuvent bénéficier grandement de l'utilisation de protéines intactes purifiées et marquées comme étalons internes. L’utilisation de protéines intactes correctement repliées et étiquetées constituent des étalons internes idéaux car elles imiteront, aussi fidèlement que possible, les propriétés physiques et chimiques de la protéine endogène cible dans un échantillon avant, pendant et après la digestion. En particulier, ils subiront un degré similaire de clivage protéolytique que leur homologue non marqué, améliorant ainsi la précision des résultats expérimentaux de spectrométrie de masse à dilution isotopique (IDMS) pour les méthodologies intermédiaires ou ascendantes.

En plus de quelques protéines marquées par des isotopes stables, CIL est heureux de proposer des milieux de croissance cellulaire marqués pour E. coli, d'insectes, de levures et de cellules eucaryotes. Des protéines humaines spécifiques peuvent être surexprimées dans divers types de cellules en utilisant ces milieux en conjonction avec des techniques recombinantes, de sorte que l'on puisse obtenir une quantité relativement importante de protéine purifiée marquée pour des études protéomiques. Des réactifs et des kits de CellFree Sciences (CFS) sont également disponibles, qui sont utilisés pour produire des protéines uniformes ou sélectivement marquées avec des rendements idéaux pour les applications protéomiques basées sur la MS.

Peptides marqués aux isotopes stables et réactifs/kits protéiques

Ressources connexes

Produits connexes

❛❛Nous utilisons CIL car, en plus de leurs supports étiquetés, ils proposent une gamme complète de réactifs pour la RMN biomoléculaire, tels que des tampons, des détergents et des agents réducteurs. Ils ont également été très utiles en ajoutant de nouveaux produits en réponse aux besoins des clients.❜❜

– Christopher Lepre, PhD
Chercheur II, biologie structurale

❛❛Nous sommes très satisfaits de la qualité du milieu BioExpress® 6000 de CIL. Les milieux de croissance de cellules de mammifères de CIL offrent une excellente opportunité d’obtenir des échantillons de protéines eucaryotes marqués par des isotopes pour les études RMN. En comparant les CIL Milieux BioExpress 6000 avec les milieux de croissance riches typiques, aucune différence dans les taux de croissance ou d'expression n'a été trouvée.❜❜

– Professor Dr. Harald Schwalbe
Institut de chimie organique

❛❛Entre nos mains, le BioExpress® 1000 de CIL a fonctionné à merveille. Le taux de croissance cellulaire et le niveau d'expression des protéines correspondaient essentiellement aux résultats obtenus avec le bouillon Luria, et l'efficacité du marquage 15N était excellente.❜❜

– Tero Pihlajamaa, PhD
Centre finlandais de RMN biologique, Institut de biotechnologie

Questions fréquemment posées

Qu’est-ce qu’un flux de travail protéomique quantitatif ascendant ? La protéomique ascendante est un flux de travail courant basé sur la MS utilisé pour identifier et/ou quantifier les protéines dans un échantillon donné en analysant les peptides uniques générés et à partir du clivage enzymatique de ses protéines.

Le CIL a-t-il la capacité d’exprimer d’autres protéines ? Les structures primaires et secondaires devront être évaluées. Veuillez contacter Nexomics Biosciences (info@nexomics.com) avec tous les détails de la demande (par exemple, ID UniProt, type d'étiquetage, exigences de caractérisation, quantité). Veuillez également vous référer à Nexomics Biosciences site Web pour plus d’informations sur leurs services de production de protéines.

Exemples de références

Fogeron, M.L.; Lecoq, L.; Cole, L.; et al. 2021. Easy synthesis of complex biomolecular assemblies: Wheat germ cell-free protein expression in structural biology. Front Mol Biosci, 8, 639587. PMID: 33842544
Minikel, E.V.; Kuhn, E.; Cocco, A.R.; et al. 2019. Domain-specific quantification of prion protein in cerebrospinal fluid by targeted mass spectrometry. Mol Cell Proteomics, 18(12), 2388-2400. PMID: 31558565
Lacabanne, D.; Fogeron, M.L.; Wiegand, T.; et al. 2019. Protein sample preparation for solid-state NMR investigations. Prog Nucl Magn Reson Spectrosc, 110, 20-33. PMID: 30803692
Zhong, F.; Xu, M.; Metz, P.; et al. 2018. A quantitative metabolomics study of bacterial metabolites in different domains. Anal Chim Acta, 1037, 237-244. PMID: 30292298
Reddy, P.T.; Brinson, R.G.; Hoopes, J.T.; et al. 2018. Platform development for expression and purification of stable isotope labeled monoclonal antibodies in Esherichia coli. MAbs, 10(7), 992-1002. PMID: 30060704
Zhang, C.; Gao, S.; Molascon, A.J.; et al. 2014. Quantitative proteomics reveals histone modifications in crosstalk with H3 lysine 27 methylation. Mol Cell Proteomics, 13(3), 749-759. PMID: 24382802
Hessling, B.; Buttner, K.; Hecker, M. 2013. Global relative quantification with liquid chromatography-matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight (LC-Maldi-TOF) – cross-validation with LTQ-Orbitrap proves reliability and reveals complementary ionization preferences. Mol Cell Proteomic, 12(10), 2911-2920. PMID: 23788530
Zhang, C.; Liu, Y.; Andrews, P.C. 2013. Quantification of histone modifications using 15N metabolic labeling. Methods, 61(3), 236-243. PMID: 23454290
Singh, S.; Springer, M.; Steen, J.; et al. 2009. FLEXIQuant: a novel tool for the absolute quantification of proteins, and the simultaneous identification and quantification of potentially modified peptides. J Proteome Res, 8(5), 2201-2210. PMID: 19344176